Использование сперматозоидов быка как экспресс-тест на митохондриальную токсичность Т-2-токсина и дельтаметрина

Введение. Современные требования по внедрению лекарственных препаратов в клиническую практику включают тест на митохондриальную токсичность. Митохондрии являются мишенями многих фармацевтических и терапевтических средств, которые могут их повредить и привести к изменениям в морфологии и функции. Сперматозоиды имеют одно из самых больших соотношений митохондрий к размеру тела, у них отсутствует цитоплазма между митохондриями и плазматической мембраной, поэтому они являются хорошей потенциальной моделью для экспресс-теста на митохондриальную токсичность.

Цель работы – оценка подвижности и митохондриального мембранного потенциала бычьих сперматозоидов Bos taurus taurus в присутствии  Т-2-токсина и дельтаметрина. 

Материал и методы. В качестве токсинов использовался Т-2-токсин и дельтаметрин. Основными изучаемыми параметрами были уровень митохондриального потенциала (с помощью красителя MitoTracker™ Green FM), подвижность сперматозоидов и их взаимосвязь.

Результаты. Обнаружено, что между подвижностью сперматозоидов быка и митохондриальным потенциалом их митохондрий существует сильная корреляция (R > 0,87; p < 0,05). Была подтверждена митохондриальная токсичность дельтаметрина, хотя и в гораздо меньшей степени, чем у Т-2-токсина. Кроме того, были обнаружены определенные закономерности в распределении активных зон митоходриального потенциала у сперматозоидов быка.

Заключение. С помощью дельтаметрина и Т-2-токсина в данном исследовании было показано, что сперматозоиды быков и их митохондриальный потенциал могут быть использованы в качестве экспресс-теста на митохондриальную токсичность.

Ограничения исследования. Определение митохондриального потенциала изучаемых сперматозоидов с помощью красителя MitoTracker™ имело скорее качественный характер, отражая не столько уровень собственно потенциала, сколько количество сперматозоидов, имеющих потенциал достаточный для инициации свечения красителя.

Участие авторов:
Валиуллин Л.Р., Егоров В.И., Рагинов И.С. — концепция и дизайн исследования, статистический анализ;
Зарипов Ф.Р. — сбор и обработка материала;
Набатов А.А. — концепция и дизайн исследования, написание текста;
Тимербулатова Л.М. — сбор и обработка материала, редактирование.
Все соавторы — утверждение окончательного варианта статьи, ответственность за целостность всех частей статьи.

Благодарность. Авторы выражают благодарность Д.В. Самигуллину за предоставление необходимых средств для конфокальной микроскопии для проведения этого исследования.

Конфликт интересов. Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Финансирование. Исследование выполнено при финансовой поддержке ФГБУН «Федеральный исследовательский центр "Казанский научный центр Российской академии наук"».

Поступила в редакцию: 02 сентября 2022 / Принята в печать: 2023 / Опубликована: 28 февраля 2023

1. Dykens J.A., Will Y. The significance of mitochondrial toxicity testing in drug development. Drug Discov Today. 2007; 17: 777–85.

2. Piomboni P., Focarelli R., Stendardi A., Ferramosca A., Zara V. The role of mitochondria in energy production for human sperm motility. Int J Androl. 2012; 35(2): 109–24.

3. Marchetti C., Obert G., Deffosez A., Formstecher P., Marchetti P. Study of mitochondrial membrane potential, reactive oxygen species, DNA fragmentation and cell viability by flow cytometry in human sperm. Hum Reprod. 2002; 17(5): 1257–65.

4. Rowe M., Laskemoen T., Johnsen A., Lifjeld J.T. Evolution of sperm structure and energetics in passerine birds. Proc. R. Soc. 2013; 280(1753): 2012–16.

5. Dohnal V., Jezkova A., Jun D., Kuca K. Metabolic pathways of T-2 toxin. Curr Drug Metab. 2008; 9(1): 77–82.

6. Li Y., Wang Z., Beier R.C., Shen J., De Smet D., De Saeger S., Zhang S. T-2 toxin, a trichothecene mycotoxin: review of toxicity, metabolism, and analytical methods. J Agric Food Chem. 2011; 59(8): 3441–53.

7. Fried H.M., Warner J.R. Cloning of yeast gene for trichodermin resistance and ribosomal protein L3. Proceedings of the National Academy of Sciences. 1981; 78: 238.

8. Rocha O., Ansari K., Doohan F.M. Effects of trichothecene mycotoxins on eukaryotic cells: a review. Food Addit Contam. 2005; 22(4): 369–78.

9. Yuan P., Zhang H., Cai C., Zhu S., Zhou Y., Yang X., He R., Li C., Guo S1, Li S., Huang T., Perez-Cordon G., Feng H., Wei W. Chondroitin sulfate proteoglycan 4 functions as the cellular receptor for Clostridium difficile toxin B. Cell Res. 2015; 25(2): 157–68.

10. Kovács M., Tornyos G., Matics Z., Kametler L., Rajli V., Bodnár Z., Kulcsár M., Huszenicza G., Keresztes Z., Cseh S. Subsequent effect of subacute T-2 toxicosis on spermatozoa, seminal plasma and testosterone production in rabbits. Animal. 2011; 5(10): 1563–9.

11. Alm H., Greising T., Brussow K.P., Torner H., Tiemann U. The influence of the mycotoxins deoxynivalenol and zearalenol on in vitro maturation of pig oocytes and in vitro culture of pig zygotes. Toxicol. In Vitro. 2002; 16: 643–8.

12. Bouaziz C., Martel C., Sharaf el dein O., Abid-Essefi S., Brenner C., Lemaire C., Bacha H. Fusarial toxin-induced toxicity in cultured cells and in isolated mitochondria involves PTPC-dependent activation of the mitochondrial pathway of apoptosis Toxicol Sci. 2009; 110(2): 363–75.

13. Wu J., Jing L., Yuan H., Peng S.Q. T-2 toxin induces apoptosis in ovarian granulosa cells of rats through reactive oxygen species-mediated mitochondrial pathway. Toxicol Lett. 2011; 202(3): 168–77.

14. Liu J., Wang L., Guo X., Pang Q., Wu S., Wu C., Xu P., Bai Y. The role of mitochondria in T-2 toxin-induced human chondrocytes apoptosis. PLoS One. 2014; 9(9): 108394.

15. Fang H., Wu Y., Guo J., Rong J., Ma L., Zhao Z., Zuo D., Peng S. T-2 toxin induces apoptosis in differentiated murine embryonic stem cells through reactive oxygen species-mediated mitochondrial pathway. Apoptosis. 2012; 17(8): 895–907.

16. Kung T.S., Richardson J.R., Cooper K.R., White L.A. Developmental Deltamethrin Exposure Causes Persistent Changes in Dopaminergic Gene Expression, Neurochemistry, and Locomotor Activity in Zebrafish. Toxicol Sci. 2015; 146(2): 235–43.

17. Lu M., Zhao X., Yuan D., Xu D., Yao P., Ji W., Chen H., Liu W., Yan C., Xia Y., Li S., Tao J., Ma Q. Mitochondrial Dysfunction in Neural Injury. Front. Neurosci. 2019; 13: 30.

18. Chen H., Mc-Caffery J.M., Chan D.C. Mitochondrial fusion protects against neurodegeneration in the cerebellum. Cell. 2007; 130(3): 548–62.

19. Braguini W.L., Cadena S.M., Carnieri E.G., Rocha M.E., de Oliveira M.B. Effects of deltamethrin on functions of rat liver mitochondria and on native and synthetic model membranes. Toxicol Lett. 2004; 152(3): 191–202.

20. Bavister B.D., Andrews J.C. A rapid sperm motility bioassay procedure for quality-control testing of water and culture media. J In Vitro Fert Embryo Transf. 1988; 5(2): 67–75.

21. Sousa A.P., Amaral A., Baptista M., Tavares R., Campo P.C., Peregrín P.C., Freitas A., Paiva A., Almeida-Santos T., Ramalho-Santos J. Not All Sperm Are Equal: Functional Mitochondria Characterize a Subpopulation of Human Sperm with Better Fertilization Potential. PLoS One. 2011; 6(3): 18112.

22. Storey B.T. Mammalian sperm metabolism: oxygen and sugar, friend and foe. Int J Dev Biol. 2008; 52: 427–37.

23. Lord T., Nixon B. Metabolic Changes Accompanying Spermatogonial Stem Cell Differentiation. Dev Cell. 2020; 52: 399–411.

24. Higginson D.M., Pitnick S. Evolution of intra-ejaculate sperm interactions: do sperm cooperate? Biol Rev Camb Philos Soc. 2011; 86: 249–270.

25. Ramon M., Jimenez-Rabadan P., Garcia-Alvarez O., Maroto-Morales A., Soler A.J., Fernandez-Santos M.R., Perez-Guzman M.D., Garde J.J. Understanding sperm heterogeneity: biological and practical implications. Reprod Domest Anim. 2014; 49(4): 30–6.

26. Allen J.A., Shankara T., Janus P., Buck S., Diemer T., Hales K.H., Hales D.B., Energized, polarized, and actively respiring mitochondria are required for acute Leydig cell steroidogenesis. Endocrinology. 2006; 147: 3924–35.

27. Midzak A.S., Chen H., Aon M.A., Papadopoulos V., Zirkin B.R. ATP synthesis, mitochondrial function, and steroid biosynthesis in rodent primary and tumor Leydig cells. Biol Reprod. 2011; 84: 976–85.

28. Fumel B., Roy S., Fouchecourt S., Livera G., Parent A.S., Casas F., Guillou F. Depletion of the p43 mitochondrial T3 receptor increases Sertoli cell proliferation in mice. PLoS One. 2013; 8: e74015.

29. Gong Y., Zhang Z., Chang Z., Zhou H., Zhao R., He B. Inactivation of glycogen synthase kinase-3alpha is required for mitochondria-mediated apoptotic germ cell phagocytosis in Sertoli cells. Aging (Albany NY). 2018; 10: 3104–16.

30. Varuzhanyan G., Chan D.C. Mitochondrial dynamics during spermatogenesis. J Cell Sci. 2020; 133.