Влияние оксида мышьяка на митохондриальное дыхание клеток человека в эксперименте in vitro

Введение. В данной статье рассматривается проблема воздействия оксида мышьяка (As₂O₃) на митохондриальное дыхание двух типов клеточных культур_. Несмотря на то, что многое достигнуто в изучении окислительного стресса, индуцированного соединениями мышьяка в живом организме, остается ряд пробелов в понимании механизмов повреждения мышьяком митохондрий в клетках разных морфологических типов. Проведен сравнительный анализ параметров митохондриального дыхания в эпителиальных клетках и фибробластах, экспонированных к разным дозам As₂O₃.

Цель исследования — изучить влияние As₂O₃ на митохондриальное дыхание 2 типов клеток с применением метода внеклеточного потока.

Материал и методы. Эксперимент проведен на 2 типах клеток человека: фибробластоподобные
и эпителиоподобные. Дизайн включал 2 этапа: 1-й этап — подбор дозы по показателям МТТ-теста и цитоморфометрии, 2-й этап — воздействие добавок, подавляющих или стимулирующих митохондриальное дыхание и определение его параметров в клетках, экспонированных к разным концентрациям As₂O₃.

Результаты. Культуры фибробластов и эпителия мочевого пузыря обладают разной потребностью в кислороде и биоэнергетическим потенциалом, а также разной чувствительностью к воздействию мышьяка. На основании расчета индекса биоэнергетического здоровья выявлено дозозависимое изменение митохондриального дыхания: наибольшее угнетение на средней дозе для культуры фибробластов и на минимальной для эпителия мочевого пузыря. Обе культуры клеток под влиянием максимальной дозы демонстрируют повышение индекса, близкое к значениям контрольных клеток.

Ограничения исследования. Для оценки воздействия As₂O₃ на клеточные культуры использовали расчетные показатели, вычисляемые из одного измеренного параметра биоэнергетической функции (скорость потребления кислорода). При проведении исследования необходимо учитывать энергетическую емкость разных типов клеток.

Заключение. Реакция отдельных звеньев дыхательной цепи митохондрий при экспозиции к мышьяку зависит от типа клеток и воздействующей дозы. Критические изменения митохондриального дыхания в культуре эпителия мочевого пузыря получены при экспозиции к минимальной дозе, а в культуре фибробластов — к средней.

Соблюдение этических стандартов. Исследование не требует представления заключения комитета по биомедицинской этике и иных документов.

Участие авторов:
Грибова Ю.В. — концепция и дизайн исследования, сбор и обработка материала, статистический анализ, написание текста, редактирование;
Бушуева Т.В. — концепция и дизайн исследования, анализ и интерпретация результатов, статистический анализ, написание текста, редактирование;
Карпова Е.П. — сбор и обработка материала, написание текста;
Лабзова А.К. — сбор и обработка материала, редактирование;
Сахаутдинова Р.Р. — написание текста;
Гурвич В.Б., Сутункова М.П. — концепция и дизайн исследования; редактирование.
Все соавторы — утверждение окончательного варианта статьи, ответственность за целостность всех частей статьи.

Конфликт интересов: Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Финансирование: Исследование не имело спонсорской поддержки.

Поступила в редакцию: 18.07.2023 / Поступила после доработки: 11.11.2023 / Принята в печать: 10.03.2024 / Опубликована: 27.04.2024

1. Турбинский В.В., Бортникова С.Б. О соотношении мышьяка и сурьмы в биогеохимических провинциях как факторов риска здоровью. Анализ риска здоровью. 2018; 3: 136–42. https://doi.org/10.21668/health.risk/2018.3.15

2. Кольдибекова Ю.В., Землянова М.А., Пустовалова О.В., Пескова Е.В. Влияние повышенного содержания мышьяка в питьевой воде на изменения биохимических показателей негативных эффектов у детей, проживающих на территории природной геохимической провинции. Гигиена и санитария. 2020; 8(99): 834–40. https://doi.org/10.47470/0016-9900-2020-99-8-834-840

3. Zhao F., et al. Arsenic exposure induces the Warburg effect in cultured human cells. Toxicology and applied pharmacology. 2013; 271(1): 72–7. https://doi.org/10.1016/j.taap.2013.04.020

4. Lee C.H., Yu H.S. Role of mitochondria, ROS, and DNA damage in arsenic induced carcinogenesis. Front Biosci (Schol Ed). 2016 Jun 1; 8(2): 312–20. https://doi.org/10.2741/s465

5. Altintas M.M., et al. Metabolic changes in peripheral blood mononuclear cells isolated from patients with end stage renal disease. Frontiers in endocrinology. 2021; 12: 629239. https//doi.org/10.3389/fendo.2021.629239

6. Hill B.G., et al. Integration of cellular bioenergetics with mitochondrial quality control and autophagy. Biological chemistry. 2012; 393(12): 1485–512.

7. Chacko B.K., et al. The Bioenergetic Health Index: a new concept in mitochondrial translational research. Clinical science. 2014; 127(6): 367–73.

8. Jastroch M., et al. Mitochondrial proton and electron leaks. Essays in biochemistry. 2010; 47: 53–67. https://doi.org/10.1042/bse0470053

9. Lanza I.R., Nair K.S. Functional assessment of isolated mitochondria in vitro. Methods in enzymology. 2009; 457: 349–72. https://doi.org/10.1016/S0076-6879(09)05020-4

10. Chacko B.K., et al. Methods for defining distinct bioenergetic profiles in platelets, lymphocytes, monocytes, and neutrophils, and the oxidative burst from human blood. Laboratory investigation. 2013; 93(6): 690–700.

11. Dodson M., et al. Low-level arsenic causes proteotoxic stress and not oxidative stress. Toxicology and applied pharmacology. 2018; 341: 106–13. https://doi.org/10.1016/j.taap.2018.01.014

12. Hu Y., et al. The role of reactive oxygen species in arsenic toxicity. Biomolecules. 2020; 10(2): 240. https://doi.org/10.3390/biom10020240